viernes, 20 de julio de 2007

ESTUDIO DE CINCO CEPAS FUNGOSAS EN GRANADILLA "Pasiflora ligularis Juss"

Por: Muñoz Padilla, Alan. Alumno de Agronomía de la Facultad de Ciencias Agrárias. Universidad Nacional de Cajamarca - Perú.

CAPITULO I

INTRODUCCIÓN

La Granadilla es una planta pasiflorácea originaria de las montañas de los Andes entre Bolivia y Venezuela. Se cultiva desde el norte de Argentina hasta México y en montañas tropicales de África y Australia, en climas entre 15° y 18° C de temperatura, 600 a 1000 mm. de precipitación anual y altitud de 1700 a 2600 m.s.n.m. Entre las principales enfermedades esta la mancha alternaria causada por Alternaria spp., que ataca directamente al fruto causando manchas circulares necróticas que penetran al fruto causando su pudrición, también tenemos la Dormidera (Fusarium sp), la Antracnosis, el cáncer del tallo (Nectiria sp), la Roña (Cladosporium sp). Las principales plagas son: Trips (Thysanoptera: Thripidae), Trigona testacea var. Orizabaensis, Scybalista bifascialis, Ceroplastes cirripediformis, Mosca de las frutas (Anastrepha curitis). También se ha detectado la Roña de tallos y frutos, producida por un hongo del genero Sphaceloma. Para todas estas enfermedades y plagas existen recomendaciones para su control, sobre la base de experimentación en campo. En este proyecto identificaremos el tipo de hongo del cual esta infectada la planta en estudio, y haremos su respectiva clasificación.

OBJETIVO
Identificar la estructura somática que nos conduzca a la caracterización, taxonómica.


CAPITULO II

REVISIÓN DE LITERATURA

2.1. GENERALIDADES DE LA GRANADILLA (Pasiflora ligularis Juss)

2.1.1. Origen

CALZADA, J. (RABANAL, N. 1987), dice que la granadilla es originaria de América tropical; actualmente se encuentra distribuido en México, Bolivia, Centro América.
La granadilla es cultivada en los valles interandinos, desarrollándose en alturas comprendidas entre los 500 y 2500 m.s.n.m. (CALZADA, J. 1975).

2.1.2. Sinonimia y Nombres Vulgares

Granadilla, parchita amarilla. En Otros Idiomas: Sweet granadilla, Granadilla Fruetchte.

2.1.3. Variedades

Amarilla, Morada y Real.

2.1.4. Morfología

La granadilla es una planta trepadora, vigorosa de tallos cilíndricos, hojas grandes son muy llamativas, solitarias, bisexuales, de 5 sépalos y 5 pétalos, los estambres están unidos en un tubo alrededor del ovario y tienen anteras versátiles, el ovario súpero tiene una sola celda, con tres estilos clavados y estigmas reniformes y cordiformes; las flores miden de 6 a 9 cm. de diámetro, los sépalos son blanquecinos o amarillentos. CALZADA, J. 1975 Y SHOPFLOCHER, RE. (RABANAL, N. 1987).

Según RABANAL, N. (1987), que cita a CALZADA, J. (1975). El fruto es una baya ovoide, de cáscara dura, tiene un mesocarpio blanco y esponjoso de 5mm, de espesor; su consumo es generalmente al estado natural, no es empleado en la industria, ni para preparar cócteles, por la baja intensidad de su sabor.

2.1.5. Clasificación Taxonómica

REYNO Plantae
DIVISIÓN Embryophita
Sub División Angiospermae
CLASE Dicotiledonea
Sub Clase Archiclamydeae
ORDEN Violales
FAMILIA Plassifleraceae
GENERO Passiflora
ESPECIE Pasiflora ligularis Juss

2.1.6. Composición Química

La composición química por cada 100 g. de pulpa es de 2.2 g. de proteína, 27 mg. De fósforo, 0.11 mg. De tiamina y 0.3 g. de riboflavina. (CALZADA, J. 1975.)

2.1.7. Rendimientos

Se reportan producciones de 35 a 40 TM por hectárea, en cada una de las dos cosechas principales por año. Al inicio del ciclo productivo el rendimiento es menor, pero ascendente. Existen reportes de altas productividades que superan las 40 TM / ha. En el ciclo del cultivo se presentan cosechas fraccionarias cuyo destino generalmente son los mercados nacionales. (IICA. 2001).

2.1.7.1. Producción en la ciudad de Cajamarca

En lo que respecta a la población de granadillas en las provincias de Cajamarca y San marcos, MACHUCA, R. (1974), indica que los diferentes distritos de Cajamarca, tienen una producción promedio de 460 unidades por planta y un rendimiento promedio de 15.99 T x Ha-1; destacando el distrito de Cajamarca con una producción de 751 unidades por planta y un rendimiento de 26.08 T x Ha-1. seguidos por el distrito de Cospán con 600 unidades por planta y 20.03 T x Ha-1. En la provincia de San Marcos Se alcanza una producción de 522 unidades por planta y un rendimiento de 18.30 T x Ha-1; ocupando un primer lugar el distrito de San Marcos I, con 906 unidades por planta y 31.96 T x Ha-1., Seguido del distrito de San Marcos II con 750 unidades por planta y 26.39 T x Ha-1; teniendo una producción total para la provincia de Cajamarca de 96.88 Toneladas, y para la provincia de San Marcos de 169.48 Toneladas. (RABANAL, N. 1987).
Los principales productores son Perú, México, Venezuela, Colombia, Ecuador, Brasil, Sudáfrica y Kenia. Los principales importadores son Estados Unidos, Canadá, Bélgica, Holanda, Suiza y España. (IICA. 2001).
2.1.8. Influencia del Color de Luz

Las cubiertas de plástico son estructuras de protección, en donde las plantas jóvenes y tiernas encuentran condiciones adecuadas para su desarrollo, por existir un control de las fluctuaciones de la temperatura del día y de la noche, de la humedad y de la radiación directa. HARTMANN, H. 1980. (RABANAL, N. 1987).

Según RABANAL, N. (1987). que menciona a ARANEO, A. (1972). El color de las sustancias depende de la estructura electrónica de sus átomos. Una sustancia coloreada absorbe energía de una longitud de onda comprendida en la parte visible del espectro de luz. La energía absorvida exita a los electrones, de la sustancia, es decir puede provocar de un electrón a un nivel superior de átomo. El color de la sustancia e10s el suplementario del absorbido.

Por su parte JAMES, W. (1967), en RABANAL, N. (1987), manifiesta que la clorofila principal pigmento fotosintético, absorbe con mayor intensidad la luz en la zona roja y azul del espectro, intensidad la luz zonas roja y azul del espectro, en donde ocurre la máxima actividad fotosintética; pero todas las longitudes de onda son efectivas en cierto grado.


2.1.9. Exigencias del Cultivo

Según CALZADA, J. (1975), esta especie es poco exigente en nutrientes; responde al abonamiento de fósforo y potasio, siendo recomendable cultivarlo en suelos arenosos, ricos en materia orgánica.


2.1.9.1. Agroecológicas

Clima: Sub cálido, templado.
Temperatura: 12 - 17°C (incluso 20º C).
Humedad: 70% – 85%.
Pluviosidad: 600 - 1000 mm.
Altitud: 1800 - 2600 m. s. n. m.
Formación ecológica: Bosque seco montano bajo (bs-MB), estepa espinosa montano bajo (ee-MB).
Fuente: IICA. 2001.

2.1.9.2. Requerimientos edáficos

Textura: Franca, franco arenoso, estructura permeable.
Acidez: pH 5.0 – 6.5.
Tipo de suelo: Sueltos, aireados, ricos en materia orgánica.
C/N: 13 – 14.
Salinidad: Es susceptible a ciertos niveles de salinidad.
Fuente: IICA. 2001.

2.1.10. Sistemas de Propagación.

2.1.10.1 Semilla: Proveniente de plantas robustas y sanas. Las semillas se extraen del fruto y se dejan en reposo en agua, para luego de 4 – 6 días extraer fácilmente el mucílago. Con este método se puede conseguir germinaciones de hasta el 80%. (Universidad del Pacífico. 2001).

2.1.10.2 Esquejes: Por este método se consiguen materiales germoplásmicos más homogéneos, especialmente en la cosecha. (Universidad del Pacífico. 2001).

2.1. 11. Siembra.

2.1.11.1. Germoplasma: Plantas de 30 a 40 cm de alto, sanos, vigorosos. En sistemas de pilones la altura de la planta puede ser menor que la planta convencional.

2.1.11.2. Distancia: 4 m entre hileras y 3 m entre plantas.

2.1.11.3. Densidad de plantas: 833 por hectárea.

2.1.11.4 Época de siembra: Noviembre, Diciembre, Enero, Marzo.

Fuente: IICA. 2001.

2.1.12. Etapas del Cultivo

2.1.12.1. Desarrollo de la plantación: 40 - 44 semanas.

2.1.12.2. Inicio de la cosecha: Inicio a la 44 semana.

2.1.12.3. Vida económica: 7 – 8 años.

2.1.13. Manejo del Cultivo

2.1.13.1. Selección del sitio de siembra: Suelos sanos, fértiles, planos, poco influenciados.

2.1.13.2. Preparación del terreno: Arada, rastra a profundidades convenientes, hoyados de 30 cm de profundidad.

2.1.13.3. Trazado de la plantación: Se debe considerar la orientación lumínica, proyección de la periodicidad de vientos, evitar sitios de poca ventilación. (IICA. 2001).

2.1.13.4. Fertilización orgánica: Materia orgánica bien descompuesta, dos kilos por planta; luego de la cosecha se añade 1 kilo / planta. (IICA. 2001).

2.1.13.5. Fertilización química: Cuatro meses luego del transplante se deben aplicar abonos compuestos con alto contenido de fósforo, en dosis de 250 gramos por planta, adicionado con oligoelementos. (IICA. 2001).

2.1.13.6. Siembra: Plantas sanas, robustas, producidas en semillero, que posean una altura de 40 a 50 cm de altura y un diámetro de por lo menos 1.5 cm. (IICA. 2001).

2.1.13.7 Control de malezas: Manual o con herbicidas; con los químicos se debe tener cuidado, puesto que el cultivo es extremadamente susceptible a aplicaciones directas o a su efecto residual. En los estadios de floración se recomienda el control de malezas en forma manual. (IICA. 2001).

2.1.13.8. Podas: Necesita de un tutor de fibra o de madera, para localizarse finalmente en el emparrado, que generalmente es de plástico. Se deben eliminar los zarcillos excedentes, pues estos son capaces de asfixiar a tallos principales o relacionados con el fruto. La poda de formación da la estructura a la planta. En la poda de producción se eliminan los tallos improductivos, débiles, enfermos, quebrados, etc. (IICA. 2001).

2.1.13.9. Manejo fitosanitario: Es altamente recomendable establecer sistemas de monitoreo, lectura y trampeo de las principales plagas, enfermedades, malezas y fisiopatías que afectan al cultivo, para evitar contaminaciones, toxicidades y niveles de residualidad que por ultimo influya en el rechazo del producto en el mercado internacional. (IICA. 2001).

2.1.14. Fitosanidad y Fisiopatias

2.1.14.1. Plagas.

2.1.14.2. Enfermedades.

2.1.14.3. Nematodos.

2.1.14.4. Fisiopatias.


2.1.15. COSECHA


2.1.15.1. Época: Se la realiza cuando los frutos están pintones, es decir cuando por lo menos el 60 por ciento de la coloración es amarilla clara (no pálida porque desmejora la calidad y está ligada a carencia de micro elementos).

2.1.15.2. Tipo: Manual, la cual se debe hacer preferentemente con guantes de algodón, conservando por lo menos 1.5 cm del pedúnculo; el corte se debe realizar con navaja o tijera de podar.

2.1.15.3. Estacionalidad: Abril – Septiembre.


2.1.16. Manejo Post Cosecha.

2.1.16.1. Recolección y transporte: El producto de campo se debe recolectar en cajas de plástico de 32 x 40 x 40 cm, procurando no amontonar demasiado los frutos; se recomienda filas de 3 a 4 hileras, no más.

2.1.16.2. Selección: Se la debe realizar de acuerdo al tamaño y estado de madurez, según el mercado de destino. La calibración se la realiza con una tabla perforada con diámetros específicos en la cual se insertan los frutos: los pequeños pasan y los grandes quedan arriba.

2.1.16.3. Empaque: Preferible de calibre 12 en cajas con peso neto de 1.5 kg. y bruto de 2.00 kg./caja.

2.1.16.4. Almacenamiento: En locales bien aireados. El almacenamiento en cámaras frigoríficas se realiza con una humedad relativa de 70-75%, la cual permite una conservación de 6-8 meses.


2.2. HONGOS FITOPATÓGENOS EN GRANADILLA

2.2.1. Manipulación del Hongo Para Su Identificación

2.2.1.1. Aislamiento de hongos (y bacterias)

La mayoría de las enfermedades de las plantas se diagnostican al observarlas a simple vista o mediante el microscopio, lo cual hace innecesario el aislamiento del patógeno. Sin embargo, hay muchas enfermedades bacterianas y fungosas en las que es imposible identificar al patógeno que ya se encuentra mezclado con uno o más contaminantes, porque aún no ha producido sus cuerpos fructíferos característicos y esporas, debido a que una misma enfermedad puede deberse ya sea a uno o a varios patógenos morfológicamente semejantes o tal vez a algún factor del ambiente, o bien a que la enfermedad es causada por un nuevo patógeno hasta ese momento desconocido, el cual debe aislarse y estudiarse. Como es habitual, los patógenos de enfermedades desconocidas deben aislarse de los tejidos enfermos de una planta a fin de que se pueda llevar a cabo un estudio de sus características, hábitos, etc. (Agrios, G. 2001)

2.2.1.1.1. Preparativos para el aislamiento

Siempre que se desee aislar una bacteria o un hongo patógeno de los tejidos de una planta enferma, deben llevarse a cabo los siguientes procedimientos preliminares.

1. Esterilización del material de cristalería, que incluye cajas de Petri, tubos de ensayo, pipetas, etc., mediante calor seco (de 150 a 160'C durante una hora o más) o autoclave, o bien sumergiendo ese material durante un minuto o más en una solución de ácido sulfúrico - dicromato de potasio, en cloruro mercúrico 1:1000, en formalina al 5% o en" alcohol etílico al 95%. Todo el material de cristalería que se trate químicamente debe enjuagarse por lo menos tres veces en agua estéril (esterilizada en autoclave o Mediante ebullición).

2. Preparación de soluciones para tratar la superficie del tejido infectado o infestado, con fin de eliminar o reducir notablemente los contaminantes de superficie que pudieran interferir en el aislamiento del patógeno. Estas soluciones se utilizan como un limpiador superficial o como un baño. Los compuestos esterilizantes de superficie que se utilizan con mayor frecuencia incluyen: una solución de hipoclorito de sodio a2 5.25% (una parte de clorox y 9 partes de agua) la cual se utiliza para limpiar tejidos infectados o para sumergir cortes de esos tejidos en ella, y para limpiar la superficie de las mesas de trabajo antes de efectuar el aislamiento del patógeno; alcohol etílico al 95%, el cual es suave y se utiliza para sumergir hojas durante 3 segundos o más; cloruro mercúrico en la proporción de 1:1000 durante un periodo de 15 a 45 segundos: finalmente, cloruro mercúrico en la proporción 1:1000 en alcohol etílico al 50% (solución de Rada). Los tejidos deben secarse con un trozo de papel estéril cuando sean tratados con las dos primeras soluciones, pero deben pasarse por tres cambios de agua estéril cuando sean tratados con las dos últimas soluciones.

3. Preparación de medios del cultivo en los que se desarrollan los hongos y bacterias patógenos. Puede utilizarse un número casi infinito de medios de cultivo para cultivar a las bacterias y hongos fitopatógenos. Algunos de ellos son totalmente sintéticos, -hechos a base de cantidades conocidas de ciertos compuestos químicos- y por lo común son bastante específicos para ciertos patógenos. Algunos de ellos son líquidos o semilíquidos y se utilizan principalmente para el cultivo de bacterias y hongos en ciertos casos. La mayoría de los medios de cultivo contienen un extracto de una fuente natural de carbohidratos y otros nutrientes, tal como papa, harina de maíz, frijol, lima o habas, o extracto de malta a los que se añaden cantidades variables de agar para solidificar el medio y formar un gel en el que el patógeno se desarrollará y podrá ser observado. Los medios de cultivo que con mayor frecuencia se utilizan son papa-dextrosa-agar (PDA), el cual es bueno para la mayoría de los hongos (pero no para todos), el agar-agua o agar-glucosa (de 1 a 3% de glucosa en agar-agua), que se utiliza para separar algunos hongos (Pythium Y Fusarium) de bacterias; por último, el agar nutritivo, el cual contiene peptona y extracto de carne y es útil para aislar bacterias fitopatógenas. En cultivo los hongos pueden también separarse de bacterias, al añadir 1 ó 2 gotas de una solución de ácido láctico al 25% (la cual inhibe el crecimiento de las bacterias) a 10 ml del medio de cultivo antes de vertirlo en las cajas de Petri. Las soluciones de medios de cultivo se preparan en matraces que posteriormente se tapan, y se colocan en un autoclave a 120ºC y a 15 libras de presión durante 20 minutos. Los medios de cultivo esterilizados se dejan enfriar durante un cierto tiempo posteriormente se vierten en cajas de Petri, tubos de ensayo u otros recipientes apropiados previamente estériles. En caso de que al medio se le añada agar, deberá dejarse que este último se solidifique para que el medio de cultivo pueda entonces ser utilizado para cultivar hongos o bacterias. El vaciado del medio de cultivo en cajas de Petri, tubos de ensayo, etc., debe llevarse a cabo lo más asépticamente posible, ya sea en una sala de cultivo apartada o en una pieza limpia y libre de corrientes de aire y polvo. En cualquiera de los casos, la mesa de trabajo debe limpiarse con una solución de Clorox al 10%, las manos de la persona deben estar limpias y el material de laboratorio, tal como escalpelos, pinzas o agujas deben sumergirse en alcohol y flamearse para impedir la introducción de microorganismos contaminantes. (Agrios, G. 2001).

FIGURA 1. Preparación de medios de cultivo en placas (cajas Petri) y tubos de ensayo inclinados. (Agrios, G. 2001).

Debe tenerse en cuenta que, de los distintos fitopatógenos, la mayoría de los hongos y las bacterias son los únicos organismos en los que todos sus miembros pueden crecer en medios de cultivo. Aun cuando la mayoría de los hongos se cultivan con facilidad en medios nutritivos, algunos de ellos tienen requerimientos exigentes y específicos, por lo cual no se desarrollan en la mayoría de los medíos de cultivo comúnmente usados. Los grupos de hongos (denominados Erysiphales) que producen la cenicillas y los Peronosporales (que producen los mildius), se consideran parásitos obligados estrictos, debido a que no se han podido cultivar en medios de Cultivo artificial. Hasta hace poco se pensaba también que el grupo de los Uredinales (la causa de las royas de las plantas) estaba constituido por parásitos obligados estrictos. Sin embargo, hasta hace sólo algunos años pudieron mantenerse en cultivo algunas etapas del ciclo de vida de algunas royas al añadir algunos componentes a los medios de cultivo, lo cual permitió que esos hongos ya no fueran considerados como parásitos obligados aunque, de hecho en la naturaleza, se comportan como tales. Aunque hasta ahora ha sido imposible mantener en cultivo a las bacterias fastidiosas vasculares limitadas al floema y xilema de las plantas, cabe decir que se ha Podido cultivar en medios nutritivos especiales complejos.

Del resto de los patógenos, sólo algunos espiroplasmas se han podido crecer en medio de cultivo. Hasta ahora, no se han podido mantener en medios de cultivo nutritivos ninguno de los 100 o más organismos semejantes a los micoplasmas, ni a los virus, nematodos o protozoarios pero se espera que en breve se descubran otros medios para cultivar a los organismos semejantes a los micoplasmas. (Agrios, G. 2001)


2.2.1.1.2. Aislamiento del patógeno

a. De hojas

En caso de que la infección de las hojas de una planta avance en forma de tizón o mancha lo fungosa y en caso de que las esporas del hongo aparezcan sobre su superficie, algunas de esas esporas deben depositarse sobre una caja de Petri, que contenga medio de cultivo o bien deben recolectarse con la punta de una aguja estéril o un escalpelo y colocarse sobre la superficie del medio de cultivo. Si el hongo crece en cultivo, al cabo de unos cuantos días aparecerán colonias de micelio aisladas debido a la germinación de las esporas. Éstas se resiembran en placas separadas y de esta forma se asegura que algunas de ellas contengan al patógeno libre de cualquier tipo de contaminante.

En ocasiones, el aislamiento del patógeno a partir de tizones y manchas foliares, bacterianas o fungosas se logra mediante la esterilización superficial de la zona infectada con soluciones de Clorox o de Rada, separando una pequeña porción del tejido infectado con un escalpelo estéril u otro objeto y colocándola en una caja de Petri que contenga un medio nutritivo.

Sin embargo, el método más común para aislar a los patógenos de las hojas infectadas y de otros órganos de la planta es aquel en el que se seleccionan varios cortes pequeños de 5 a 10 mm2 a partir del borde de la lesión infectada, a fin de que contenga tejidos enfermos y tejidos al parecer sanos. Esos cortes se colocan en una de las soluciones esterilizamos de superficie, lo cual asegura que esas superficies se humedezcan y al cabo de 15 ó 30 segundos los cortes se toman asépticamente uno por uno a intervalos regulares de tiempo (por ejemplo cada 10 ó 15 segundos), a fin de que cada uno de ellos se esterilice (a nivel de su superficie) a diferentes tiempos. Posteriormente, los cortes se secan con trozos limpios de papel estéril o se pasan por tres cambios con agua estéril, y por último se colocan sobre el medio nutritivo (por lo común, de 3 a 5 por caja de Petri). Los cortes esterilizados en su superficie durante menos tiempo generalmente contienen al patógeno y a varios contaminantes, mientras que los que se han esterilizado durante más tiempo no permiten el desarrollo de cualquier tipo d microorganismos debido a que han sido destruidos por el esterilizante de superficie. Sin embargo, algunos de los cortes depositados en el esterilizante de superficie durante periodo intermedios permitirán que sólo el patógeno se desarrolle y forme colonias puras en el cultivo ya que se ha permitido que el esterilizante actúe el tiempo suficiente para destruir a todos lo contaminantes de superficie, pero no el tiempo necesario para destruir al patógeno, el cual se propagado desde el tejido enfermo hasta el tejido sano. Posteriormente, las colonias del patógeno, se resiembran asépticamente para su posterior estudio.



El hecho de que los cuerpos fructíferos del hongo (como es el caso de los picnidios y los peritecios) aparezcan sobre las hojas del hospedante, en ocasiones facilita su recolección y permite depositarlos durante varios segundos en el esterilizante de superficie, para más tarde sembrarlos en el medio de cultivo. Sin embargo, este procedimiento requiere que la mayor parte de la técnica se efectúe bajo el microscopio estereoscópico (binocular), debido a que los cuerpos fructíferos del hongo generalmente son demasiado pequeños para observarse y manipularse a simple vista. Las estructuras reproductoras (después de haberlas tratado con un esterilizante de superficie) pueden también romperse en una pequeña gota de agua estéril y diluir después sus esporas en forma seriada en agua estéril en cajas Petri y en pequeños tubos de ensayo. Por último, algunas gotas de cada uno de los tubos de la dilución seriada se colocan en un medio nutritivo a fin de que se desarrollen en él colonias individuales libres de contaminantes a partir de las esporas que han germinado y que se han obtenido a partir de algunos de los tubos de dilución seriada.

El método de dilución seriada con frecuencia se utiliza para aislar bacterias patógenas de tejidos enfermos contaminados por otras bacterias. Después de haber efectuado la esterilización superficial de los cortes de tejidos enfermos a nivel del margen de la infección, los cortes se muelen asépticamente (pero con bastante cuidado) en un pequeño volumen de agua estéril y posteriormente parte de este homogenizado se diluye serialmente en volúmenes iguales o diez veces más el volumen del agua inicial. Por último, las placas con agar nutritivo se siembran con un asa que ha sido mojada en cada una -de las distintas diluciones seriadas, a fin de que en ellas se desarrollen colonias individuales de la bacteria patógena a partir de las diluciones más altas que todavía contengan bacterias. (Agrios, G. 2001).

b. De tallos, frutos y otros órganos aéreos de la planta

La mayoría de los métodos que se han descrito para aislar bacterias y hongos patógenos de las hojas, pueden también utilizarse para aislar esos mismos patógenos de las infecciones superficiales de los tejidos ya mencionados. Sin embargo, aparte de esos métodos, los patógenos con frecuencia pueden aislarse fácilmente de tallos, frutos y otros órganos que han sido infecta (aun cuando hayan penetrado profundamente en ellos) al cortar el tallo de la planta o al separar el fruto del lado sano para después separarlos de la zona infectada, exponiendo así los teji que antes no se encontraban expuestos a los contaminantes y que anteriormente no habían sido cortados o manipulados y que, por lo tanto, no estaban contaminados. Finalmente, deben ha se pequeños cortes del tejido a partir de la zona carnosa expuesta del foco de infec mediante un escalpelo llameado para después colocarlos directamente en el medio de cultivo. (Agrios, G. 2001).


c. De raíces, tubérculos, raíces carnosas y frutos de hortalizas que se encuentran en contacto con el suelo, etcétera

El aislamiento de los patógenos de cualquier tejido vegetal enfermo que se encuentre en contacto con el suelo, presenta una serie de problemas adicionales que ocasionan número organismos saprófitos que invaden al tejido después de que ha sido destruido por el patógeno. Es por esta razón que debe tenerse en cuenta que, en primer término, el aislamiento de patógeno implica el lavado repetido de los tejidos enfermos a fin de quitarles toda la tierra, mayor parte del tejido vegetal descompuesto y descubierto, en el cual la mayoría de los organismos saprófitos se encuentran presentes. En caso de que la raíz infectada sea pequeña debe limpiarse minuciosamente y todos los patógenos que contenga deben aislarse de ella mediante cualquiera de los métodos descritos para aislar los patógenos de las hojas. Si el aislamiento se efectúa de raíces carnosas u otros tejidos carnosos y la penetración del patógeno en ellos produce sólo lesiones ligeras y superficiales, la tierra que se encuentra impregnada en e¡ tejido debe separarse y deben colocarse en una solución de Clorox o de Rada varios cortes de tejido obtenidos del borde de las lesiones. Se seleccionan uno por uno los cortes de tejidos en la solución, se sumergen o lavan en agua estéril y se colocan en cajas de Petri que contengan agar. Si el patógeno ha penetrado profundamente en el tejido sano, puede usarse el método descrito anteriormente para tallos y frutos, que consiste en desgarrar los especímenes primero por la parte sana y después por la zona infectada, tomando porciones de tejido del borde de la pudrición la cual no ha sido expuesta), y colocarlos directamente en el medio de cultivo. (Agrios, G. 2001).


2.2.2. Ciclo de vida de los hongos

Aun cuando los ciclos de vida de los hongos de los distintos grupos varían ampliamente la gran mayoría de ellos pasan a través de una serie de etapas que son bastante similares. Así, la mayoría de los hongos tienen una etapa de esporas que contiene un núcleo haploide (que posee una serie de cromosomas, o 1N). La espora, al germinar, produce una hifa que contiene también núcleos haploides. La hifa produce de nuevo esporas haploides (como ocurre siempre en los hongos imperfectos) o puede fusionarse con otra hifa para producir una hifa fecunda en la que los núcleos se fusionan para formar un núcleo diploide, denominado cigoto (el cual contiene ahora dos series de cromosomas, o 2N). En los Oomicetos, el cigoto se divide y produce esporas haploides, las cuales concluyen el ciclo. En una fase breve del ciclo de vida de la mayoría de los ascomicetos y por lo general en todos los, basidiomicetos, el par de núcleos de la hifa fecundada no se fusiona sino que se mantienen separadas en pares dentro de la célula (condición dicariótica o N+N) y se dividen simultáneamente para producir más células hifales que contienen pares de núcleos. En los ascomicetos, las hifas dicarióticas se localizan sólo en el interior de los cuerpos fructíferos, en los cuales dan origen a la hifas ascógenas, ya que los dos núcleos de una célula de cada una de las hifas se fusionan para formar un cigoto (con un número diploide de cromosomas o 2N), el cual se divide meióticamente para producir ascosporas que contienen núcleos haploides.
En los basidiomicetos, las esporas haploides sólo producen pequeñas hifás haploides. Cuando éstas son fecundadas, se produce un micelio dicariótico (N+N), el cual se desarrolla para constituir el soma del hongo. Dichas hifas dicarióticas pueden producir, por vía asexual, esporas dicarióticas que se desarrollarán de nuevo en un núcelio dicariótico. Sin embargo, en cualquiera de los casos, los núcleos apareados de las células se fusionan y forman cigotos, los cuales se dividen meióticamente para producir basidiosporas que contienen ahora núcleos haploides.
Por supuesto, en los hongos imperfectos sólo se encuentra el ciclo asexual que sigue la secuencia: espora haploide - micelio haploide - espora haploide. Sin embargo, incluso en los demás bongos, el ciclo que con mayor frecuencia se presenta es el asexual, debido a que Puede repetirse varias veces en cada estación de crecimiento. Por lo común, el cielo asexual 561o se produce una vez al año. (agrios. 2001).

FIGURA 2. Representación esquemática de los ciclos de vida generalizada de los principales grupos de fitopatógenos. (Agrios, G. 2001).


2.2.3. Descripción de los Diferentes Hongos Fitopatógenos Que Atacan a la Granadilla (Passiflora ligularis Juss)

2.2.3.1. GÉNERO Alternaria

2.2.3.1.1. Descripción Del Género Alternaria

Según Agrios, (2001). Se encuentra entre las enfermedades más comunes de muchos tipos de plantas en todo el mundo. Afectan principalmente a las hojas, tallos, flores y frutos de plantas anuales, en particular de hortalizas y plantas de ornato, pero afectan también a ciertas partes de árboles como los cítricos y el manzano, etc. Por lo común, las enfermedades causadas por Alternaria aparecen en forma de manchas y tizones foliares, pero pueden ocasionar también el ahogamiento de plántulas, pudriciones del cuello, así como pudriciones de los frutos y tubérculos. Algunas de las enfermedades más comunes ocasionadas por Alternaria, incluyen al tizón temprano de la papa y del tomate, la mancha foliar del frijol, tabaco y geranio, el tizón del tallo de la zanahoria, clavel, crisantemo, petunia y zinnia, la mancha foliar y el tizón de las crucíferas, la mancha púrpura de la cebolla, las manchas foliar y el fruto de la calabaza y del manzano, la pudrición del corazón de la manzana y la podrición de los limones y naranjas, y muchas otras más.

La fitoenfermedad es de amplia distribución en la sierra norte del Perú. Los síntomas se muestran cuando la planta finaliza el proceso de polinización y fecundación, y es a partir de este estadio que la fitoenfermedad perdura hasta la finalización del periodo vegetativo de la planta, facilitando una senectud prematura. (Roncal, M. 2004).

Los síntomas se inician con clorosis que al necrosarse adquieren la forma rectangular, figura que se forma por la delimitación del parénquima afectado, por las nervaduras secundarias de la hoja. Las infecciones severas permiten la coalescencia de varias manchas formando auténticas estrías; es necesario aclarar que cuando las condiciones de humedad y temperatura varían por tiempos prolongados no sufren intoxicación. Estas áreas libre de infección se distinguen por mantener el color verde normal. (Roncal, M. 2004).

Por lo general, el color de las manchas foliares varía de café oscuro a negro, a menudo son numerosas y cuando se extienden casi siempre forman anillos concéntricos que adquieren la forma de un blanco. Por lo común, las hojas senescentes de la parte inferior de la planta son atacadas en primer término, pero la enfermedad asciende hacia la parte superior de aquella y hace que las hojas afectadas se tornen amarillas y senescentes, se desequen y debiliten o desprendan. (Agrios, G. 2001).

En órganos subterráneos, como es el caso de los tubérculos de papa, aparecen lesiones oscuras, ligeramente hundidas, de forma circular o irregular que pueden tener hasta un diámetro de 2cm y una profundidad de 5 a 6 mm.

Los frutos afectados por Alternaria casi siempre son atacados cuando se aproximan a la madurez y la infección en algunas plantas ocurre a nivel del extremo del tallo, mientras que en otras se produce a nivel del extremo de la inflorescencia o en otros puntos a través de heridas, grietas dejadas por el desarrollo de un órgano, etc. En algunos frutos, tales como los cítricos y el tomate, una pequeña lesión que aparece sobre su superficie puede indicar una distribución extensa de la infección en el corazón central y en las distintas zonas del fruto. (Agrios, G. 2001).

Muchas especies de Alternaria producen toxinas, algunas de las cuales, como la tentoxina, que la produce A. tenuis, son no específicas de su hospedante, mientras que otras, como las toxinas AK y AM, que son producidas, respectivamente por A. kikuchiana y A. mali, son específicas de sus hospedantes correspondientes.

Alternaria carthami, produce manchas foliares en cártamo.

A. tenuis, como patógeno, desarrolla en el follaje de plantas mal nutridas o maltratadas por heladas. Los cultivos más susceptibles son la betarraga. Cebolla y tomate. Produce conidios en cadenas largas.

A. tenuissina, generalmente saprófito, pero en condiciones adecuadas de humedad y temperatura provoca daño en diferentes cultivos.

A. solani, induce, el tizón temprano en papa, tomate y otras hortalizas. El síntoma característico, comprende lesiones café claro y oscuro distribuido indistintamente en el follaje. En papa, las lesiones se muestran con anillos concéntricos, el resto de la hoja se torna clorótico, producto de la toxina del hongo. (Roncal, M. 1993).


2.2.3.1.2. Criterios Morfológicos A Tomar En Cuenta Para La Identificación De Alternaria

Los conidióforos pequeños, generalmente presentan tres células, pero también los hay de cuatro y a veces cinco. El proceso de formación de conidias muriformes catenuladas de este género, es peculiar, en comparación al resto de hongos conforman esta familia. En algunos casos la conidia se forma en los ápices de la célula conidiogénica, inmediatamente después de ella aparece otra conidia, la que ejerce presión a la conidia precedente; de esta manera se ven formando la cadena de conidias, destacando que la de mayor edad es la célula superior, que incluso se extiende por tener mayor número de septos. En otros casos, la conidia de mayor edad o intermedia de la cadena, da origen a una rama de conidias; ramificación que tiene origen en la célula apical o en una lateral, haciendo las veces de célula conidiogénica. (Roncal, M. 2004).


2.2.3.2. GÉNERO Fusarium

2.2.3.2.1. Historia Y Descripción del Fusarium

El género, Fusarium, involucra diferentes especies de polémica taxonómica. Desde 1935 a nuestros días, aún siguen controversias sobre la categorización de sus integrantes. Los diferentes trabajos de taxonomía, se bnasan en los aciertos de Wollenwebwer, Reinking y otros (1934 – 1935). Con dichos principios, Nelson, Toussoun y Marasas (1983), establecen diferentes secciones.

La enfermedad es más destructiva en climas áridos y en suelos cálidos y arenosos de las regiones templadas. La enfermedad puede ocasionar pérdidas considerables, especialmente en variedades susceptibles y bajo condiciones climáticas favorables. El marchitamiento causado por Fusarium se caracteriza por el achaparramiento de las plantas, las cuales en poco tiempo se marchitan y finalmente mueren. Sin embargo, por lo general la enfermedad no ocasiona pérdidas considerables, a menos que las temperaturas del suelo y del aire sean muy altas durante gran parte de la estación. (Agrios, G. 2001).

Este género esta representado por Fusarium solana (Mart.) Sacc., con capacidad de provocar pudriciones radiculares y pudriciones secas en tubérculos y raíces tuberosas. En medio de cultivo PDA, es de crecimiento lento. En la plenitud de su desarrollo, forma abundante micelio blanco, que con la edad produce pigmentación de color rojo; las conidias en forma de canoa son uni y pentacelulares, predominando las tetracelulares. La microconidia es de morfología gruesa, distinguiendose en esbozo de canoa. (Roncal, M. 2004).


2.2.3.2.2. Criterios Morfológicos A Tomar En Cuenta Para La Identificación De Fusarium

Ejemplo Fusarium oxysporum f. lycopersici. El micelio es incoloro al principio, pero conforme madura adquiere un color crema o amarillo pálido y bajo ciertas condicones adquiere una tonalidad rosa pálido o algo púrpura. Este patógeno produce tres tipos de esporas asexuales que son: Microconidios: que tienen de una a dos células y son las esporas que el hongo produce con una mayor frecuencia y en una mayor abundancia en todas las condiciones. Son las esporas que el hongo forma con más frecuencia en el interior de los vasos de las plantas hospedantes que ha infectado. Macroconidios: Son las esporas típicas del Fusarium, estan constituidos de 3 a 5 células, se adelgazan gradualmente y se encorvan hacia ambos extremos. Aparecen con gran frecuencia sobre la superficie de plantas que han sido destruidas por el patógeno y por lo común se forman en grupos similares a los esporodoquios. El ultimo tipo de espora son las clamidosporas, que están constituidas por una o dos células, son de pared gruesa y son esporas redondas que se forman Terminal o intercalarmente en el micelio más vuejo o en los macroconidios del hongo. Estos tres tipos de esporas se forman en los cultivos del hongo y quizá tambien en el suelo, qunque cabe decir que sólo las clamidosporas sobreviven en este último sustrato durante más tiempo. (Agrios, G. 2001).


2.2.3.3. GÉNERO Rhizopus

2.2.3.3.1. Descripción Del Género Rhizopus


La pudrición blanda de frutos y hortalizas ocasionadas por Rhizopus se encuentra ampliamente distribuida en todo el mundo y aparece en órganos carnosos de hortalizas, en plantas florales y en frutos que han sido cosechados, y es importante sólo durante el almacenamiento, transporte y venta en el mercado de estos productos. Entre las plantas de cultivo que son atacadas con mayor frecuencia por esta enfermedad se encuentran las fresas, camotes, todas las cucurbitáceas, los duraznos, cerezas, cacahuates y varios otros frutos y hortalizas. El hongo afecta el maíz y a otros cereales bajo condiciones altas de humedad. Los bulbos, cormos y rizomas de plantas florales, como es el caso de las gladíolos y los tulipanes, también son susceptibles a esta enfermedad. (Agrios, G. 2001).

2.2.3.3.2. Síntoma

Al principio, las zonas infectadas de los órganos carnosos aparecen como si estuvieran embebidas de agua y son muy blandas. Aún cuando la cáscara de los tejidos que han sido infectados se mantenga intacta, el órgano carnoso ablandado pierde humedad gradualmente hasta que se arruga y momifica. Sin embargo, es más frecuente que la cáscara ablandada se rompa durante su manipulación o cuando se le aplica cierta presión, como ocurre cuando se amontonan los frutos; esto hace que de ellos salga un líquido amarillo blanquizco. En poco tiempo, las hifas del hongo crecen hacia fuera a través de las heridas del fruto y cubren las zonas afectadas al producir grupos de esporangióforos filamentosos de color gris que producen esporangios negros en sus puntas. Cuando la humedad disminuye con gran rapidez, los órganos infectados finalmente se secan y momifican o bien se degradan y desintegran hasta formar una masa putrefacta y aguanosa. (Agrios, G. 2001).

2.2.3.3.3. Signo

Desde el inicio de la infección, se observa el signo del hongo, primero como masas algodonosas hirsutas con fructificaciones blancas, que más tarde se tiñen de negro, como consecuencia de la maduración de las esporas. (Roncal, M. 2004).


2.2.3.3.4. Desarrollo de la Enfermedad

Las hifas producidas secretan enzimas pectinolíticas que degradan y disuelven las sustancias pécticas de la lámina media de las células, es decir, disuelven las sustancias que mantienen fijas a las células en los tejidos. Esto da como resultado la pérdida de cohesión entre las células, dado que ahora se rodean de una sustancia líquida, y cuando se les aplica una cierta presión pueden moverse libremente, dando como resultado una “pudrición blanda”. (Agrios, G. 2001).

Las enzimas pectinolítica que secreta el hongo avanzan por delante del micelio y separan a las células antes de que el micelio se fije en ellas. Las células de los tejidos macerados son entonces atacadas por las enzimas celulolíticas del hongo, las cuales degradan las celulosa de la pared celular y, debido a ello, las células de desintegran. El micelio del hongo crece intercelularmente y al parecer no invade a las células; sólo lo hace cuando han muerto y han empezado a desintegrarse. Todo esto parece indicar que el micelio nunca entra en contacto con las células vivas del hospedante y que queda rodeado por células muertas y sustancias orgánicas inertes, de ahí que viva más bien como una forma saprófita que como parásito. (Agrios, G. 2001).

2.2.3.3.5. Criterios Morfológicos A Tomar En Cuenta Para La Identificación De Rhizopus

La característica fisiológica de intercambio genético entre cepas de distinta polaridad han facilitado la determinación de razas fisiológicas, las mismas que son identificadas por la velocidad degradativa del tejido carnoso y la especificidad que presentan. La raza universal, se caracteriza por degradas, sin preferencia, todo tipo de tejido carnoso; en cambio existen otras que muestran cierto grado de preferencia por frutos y otros órganos carnosos. (Roncal, M. 2004).

Presenta esporangióforos en grupos con rizoides y estolones; las esporas sin flagelos (aplanosporas) se forman en la cavidad esporangial entre la columnela y la pared del esporangio. (Roncal, M. 2004).


El micelio del hongo carece de septas y produce esporangióforos largos aéreos que en sus puntas forman esporangios esféricos pequeños. (Agrios, G. 2001).


2.2.3.4. GÉNERO Trichothecium

2.2.3.4.1. DESCRIPCIÓN DEL GÉNERO Trichothecium

Según Rodríguez S. J. et.al. (1971). La enfermedad que ocasiona este hongo es conocida como la podredumbre amarga o podredumbre rosa (pink-rot de los americanos). Suele penetrar a través de las lesiones producidas por el moteado (Venturia sp.) cuando está en el árbol. Sin embargo, en almacén puede hacerlo sin ayuda.

Igualmente las semillas sufren daños que hacen dificultosa la germinación.


2.2.3.4.2. Criterios Morfológicos A Tomar En Cuenta Para La Identificación De Trichothecium

En la parte central se desarrolla una masa de micelio que se extiende por los canales estilares, y en la superficie produce eflorescencias de conidióforos color rosa.

En las eflorescencias rosadas aparecen conidióforos, aglomerados en una cabezuela de 12-19 por 8-10 micras y de forma de pera.

La característica más notable es el amargor que transmite a la fruta, incluso a la parte no atacada, que en ocasiones llega a momificarse. (Rodríguez S. J. et.al. 1971).


2.2.3.5. GÉNERO Verticillium

2.2.3.5.1. Descripción Del Género Verticillium

Estas enfermedades se encuentran ampliamente distribuidas por todo el mundo, pero revisten una mayor importancia en las áreas de las zonas templadas. Verticillium ataca a más de 200 especies de plantas, la mayoría de ellas hortalizas, como es el caso del tomate, berenjena, pimiento, melón y sandía; flores, como el crisantemo, áster y dalia; árboles frutales, como por ejemplo, el albaricoque, cerezo y durazno; ataca también a las fresas, frambuesas y rosales; cultivos mayores, como es el caso del algodón, papa, alfalfa, cacahuates y menta, y 1 algunos árboles forestales y de sombra, como es el caso del arce y del olmo.

Los síntomas de marchitez por Verticillium son casi idénticos a los que ocasiona Fusarium y en los hospedantes afectados por ambos géneros es imposible diferenciarlos excepto mediante pruebas de laboratorio. Sin embargo, en muchos de los hospedantes y en la mayoría de las áreas, Verticillium induce marchitez a temperaturas más bajas que Fusarium y los síntomas se desarrollan más lentamente; con frecuencia aparecen solos sobre la parte inferior de la planta o sobre su superficie o únicamente sobre algunas de sus ramas. En algunos hospedantes, como es el caso del algodón, la marchitez por Verticillium se desarrolla principalmente en las plántulas, las cuales a menudo mueren poco después de haber sido infectadas, pero más comunes son las infecciones tardías, que ocasionan la epinastia de las hojas superiores, seguida por la aparición, en las hojas, de manchas cloróticas irregulares que posteriormente se vuelven necróticas. Las plantas adultas infectadas por Verticillium habitualmente sufren varios grados de achaparramiento y sus tejidos vasculares muestran una decoloración característica. En muchos hospedantes, la infección por Verticillium da como resultado la defoliación, marchitez gradual y muerte de ramas sucesivas o un colapso repentino y muerte de toda la planta.

Los brotes iniciales de marchitez por Verticillium en un campo son típicamente moderados y locales. En años posteriores, los ataques son más severos y se distribuyen más ampliamente, a menos que las plantas dejen de ser cultivadas o sean sustituidas por variedades resistentes. La severidad cada vez mayor de la enfermedad año tras año se debe a un incremento también cada vez mayor del potencial del inóculo, por la aparición de cepas del hongo más virulentas que la origina, o a ambos.

Dos especies de Verticillium, V. albo-atrum y V. dahliae, son la causa de los marchitamientos por Verticillium en la mayoría de las plantas.

El hongo se propaga por medio de las células infectadas, tubérculos y esquejes vegetativos, púas y yemas, así como a través del viento, el agua superficial del terreno y por el suelo mismo, el cual puede contener incluso más de 100 microesclerocios por gramo; entre 6 y 50 microesclerocios por gramo son suficientes para causar una infección del 100% en la mayoría de los cultivos susceptibles. Muchos terrenos han sido contaminados por primera vez por Verticillium al plantar tubérculos de papa infectados u Otros cultivos, y se sabe que las solanáceas como la papa, la berenjena y el tomate incrementa el nivel de inóculo en el suelo. (Agrios, G. 2001).

2.2.3.5.2. Criterios Morfológicos A Tomar En Cuenta Para La Identificación De Verticillium

V. albo-atrum y V. dahliae Ambas especies producen conidios que son viables por poco tiempo. Verticillium dahliae también produce microesclerocios, mientras que V. albo-atrum forma un micelio oscuro de pared gruesa y parecido a microesclerocios, pero no estos últimos. V. albo-atrum crecen mejor a una temperatura que fluctúa entre 20 y 25'C, mienu-as que V. dahliae prefiere temperan= un poco mayores (de 25 a 28'C) y es un poco más común en regiones cálidas. (Agrios, G. 2001)


CAPÍTULO III

MATERIALES Y MÉTODOS

3.1. Lugar experimental

El presente experimento se ha conducido en el laboratorio de Fitopatología, (Edificio 2G -106) de la Universidad Nacional de Cajamarca, con una ubicación geográfica de 2680 m. s. n. m., con latitud 07º 10’ 06.35” S y una longitud de 78º 29’ 42.70” W.

Datos Obtenidos del Software Google Eart Imágenes Satelitales.

3.2. Materiales

3.2.1. Material Experimental.

a. Raíz.
Se utilizó la raíz de granadilla (Passiflora ligularis Juss) recolectado directamente del suelo en la Ciudad de Cajamarca.

b. Hoja.
Se recolectó hojas de granadilla (Passiflora ligularis Juss), obtenido directamente del campo en la Ciudad de Cajamarca.

c. Fruto.
Este fruto de granadilla (Passiflora ligularis Juss), fue obtenido del mercado de la Ciudad de Cajamarca.

3.2.2. Material de Laboratorio.

· Agujas y jeringas esterilizadas.
· Alcohol.
· Cámara de Flujo laminar.
· Cámara húmeda.
· Cultivo PDA (Potato Dextrosa Agar).
· Estufa.
· Incubadora.
· Jabón.
· Microscopio.
· Navaja Estéril.
· Pomitos de vidrio (de ampollas vacías y esterilizadas).
· Porta y cubre objetos.

3.2.3. Material de Gabinete.

· Cámara fotográfica.
· Computadora.
· Disquetes.
· Materiales de escritorio.
· Scanner.

3.3. Metodología

3.3.1. Instalación y conducción del experimento.

3.3.1.2. Cámaras Húmedas.

La preparación de una cámara húmeda se realizó cortando dos botellas del mismo tamaño y grosor, (empezando por la base) una se corta de 20 cm. (que hará de base) y otra de 10 cm. (que hará la vez de tapa) luego, en la base se coloca arena lava de río, desinfectada con agua hervida por 5 minutos, para prevenir cualquier enfermedad fungosa o de otro tipo, en sima de esta se coloca papel planchado, también para evitar cualquier tipo de microorganismo.

3.3.1.3. Incubación del Material experimental.

Se coloca cada uno de los materiales experimentales, dentro de cada cámara, (una muestra experimental en cada cámara respectivamente). Luego se procede a tapar herméticamente sin ninguna entrada de aire y así evitar el ingreso de cualquier tipo de microorganismo.

Estas cámaras cerradas herméticamente, se colocan en un lugar fresco, sin presencia directamente de rayos de sol, y se espera por días hasta que, se vean señales de algún microorganismo.

3.3.2. Evaluaciones registradas durante el experimento.

El procedimiento que a continuación se detalla se hizo para cada una de las cinco cepas fungosas

a. Aislamiento y observaciones.

Luego que un hongo a prosperado en el material experimental (raíz, hoja, tallos, o frutos) que está dentro de la cámara húmeda, procedemos a separar una pequeña muestra (parte de este hongo), para colocarlo con la ayuda de las agujas esterilizadas, en un pomo pequeño de vidrio conteniendo cultivo PDA (Papa Dextrosa Agar), luego a este pomito se tapa con un pedazo de algodón y dejamos en la incubadora a 21º C, durante un periodo para observar su desarrollo y proceder debidamente a su clasificación.

b. Análisis.

Cada 24 horas por el lapso de una semana, se extrae una pequeña muestra del hongo que se encuentra en el pomito con la ayuda de las agujas esterilizadas y, se coloca en un porta y cubre objetos, para luego llevarlo al microscopio, se procede a su observación y fotografiado.

Luego estas son analizadas para su respectiva clasificación, a través de las claves taxonómicas que nos proporciona el profesor.

c. Evaluaciones.

Para la evaluación se tomaron los siguientes datos:

Si el micelio es cenocítico o presenta septas.
Si presenta o no conidios.
Si se producen o no dentro de un acérvulo
Si su conidia y conidioforo es hialino o brillantemente coloreado.
Si sus conidióforos son unidos o no en esporodóquio o sinema.
Si sus conidióforos son ramificados.
Si forma de fialide.
Si sus conidióforos tienen ramificación verticilada.
Con los datos obtenidos de esta evaluación se determinará su respectiva clasificación de este patógeno.

CAPITULO IV

RESULTADOS Y DISCUCIÓN

4.1. Hongos Encontrados en la Granadilla (Passiflora ligularis Juss)

GÉNERO Encontrado en:

Alternaria - Hoja.
Fusarium - Raíz.
Rhizopus - Fruto.
Trichithecium - Fruto.
Verticillium - Raíz.

4.2. Características Morfológicas de los diferentes cinco géneros de hongos encontrados en la granadilla (Passiflora ligularis Juss)

4.2.1. Género Alternaria

Se encontró ocasionando una mancha foliar de color marrón oscuro, en hoja de granadilla (Passiflora ligularis Juss); la cual se colocó en cámara húmeda, cuando se notó la presencia de el micelio, se decidió aislar el hongo en un frasquito de PDA, y colocarlo a la incubadora.

Luego de 24 horas el hongo empezó a salir, presentando primero micelio algodonoso de color plomo oscuro a negro; presenta hifas y conidias de color oscuro.

Se tomó una pequeña muestra y se observó al microscopio; donde se notó hifas septadas, y conidias muriformes catenuladas, así como también cadena de conidias, en donde se observa que la célula que esta en la parte superior tiene mayor número de septos.


4.2.1.1. Clave Para la identificación del Género Alternaria Según Barnet (1960).

A2. Micelio no cenocítico con frecuentes septas; normalmente presenta conidias, excepto en algunos géneros ……………………………………………………………..…………HONGOS IMPERFECTOS

B1. Conidia y conidióforo no producidos dentro de pignidio o Acérvulo…………………………………………………………………………….MONILIALES.

C2. Conidia no enrollada.

D2. Conidióforo o conidias conteniendo pigmentación oscura, conidióforo no unidos dentro de esporodoquio o cinema ………………………………………………………………………………..…………DEMATIACEA

E4. Conidia con células diferentes, muriformes, dictyosporaus; o cuatro células, en forma de cruz.

F1. Conidia catenulada.

G2. Conidia que se diferencia del conidióforo, alta, delgada…………………………………………………………..………………………Alternaria


Figura 03. Fotografía tomada al microscopio compuesto, del género Alternaria que ataca a la hoja de granadilla (Passiflora ligularis Juss).

4.2.2. Género Fusarium

Se tomó de campo, un pedazo de raíz de granadilla (Pasiflora ligularis Juss), pero no se encontró síntoma externo de la enfermedad, luego se procesdió a lavarlo con una solución de una gota de lejía en un litro de agua, para su respectivo desinfectado superficial; se puso en cámara húmeda y se lo dejó por una semana al cabo de este tiempo apareció un micelio de color blanquecino, por lo cual se decidió aislar el hongo en un frasquito de PDA, y colocarlo en la incubadora.

Luego de 24 horas el hongo empezó a crecer, presentando un micelio incoloro al principio, pero conforme madura adquiere un color rosa pálido.

Cuando este es llevado al microscopio se observó que contenía conidias de unas 3-5 células, que se adelgazan gradualmente y se encorvan a ambos extremos. También después de dos semanas que el hongo esta incubado, observamos al microscopio y vemos clamidosporas, son de pared gruesa y son esporas redondas que se forman Terminal o intercalarmente en los micelios más viejos o en los macroconidios del hongo.


4.2.2.1. Clave Para la identificación del Género Fusarium Según Barnet (1960).

A2. Micelio no cenocítico con frecuentes setas; normalmente presenta conidias, excepto en algunos géneros ………………………………………………………………………HONGOS IMPERFECTOS

B1. Conidia y conidióforo no producidos dentro de picnidio o Acérvulo………………………………………………………………………………MONILIALES

C2. Conidia no enrollada.

D3. Conidióforos unidos en esporodoquio sinema.

E1. Conidia producida en esporodoquio……………………TUBERCULARIACEAE
F3. Algunas conidias pequeñas con dos células hialinas u oscuras.

G1. Conidia hialina o brillantemente coloreada.

H2. Conidia grande, pequeñas, coloreadas, juntas.

I2. Esporodoquio sin setas.

J1. Macroconidia en forma de canoa (también puede estar presentes muchas microconidias…………………………………………………………………….…………Fusarium


Figura 04. Fotografía tomada con microscopio compuesto, al micelio de Fusarium que ataca a la raíz de granadilla (Passiflora ligularis Juss).


Figura 05. Fotografía tomada con microscopio compuesto a una conidia de Fusarium que ataca a la raíz de granadilla (Passiflora ligularis Juss).


Figura 06. Fotografía de clamidosporas de Fusarium. Tomada con microscopio compuesto.


4.2.3. Género Rhizopus

Se obtuvo un fruto de granadilla donde no encontramos síntomas externos de alguna enfermedad, luego fue lavado, con agua corriente y colocado en cámara húmeda, y se lo dejó por una semana. Al cabo de este tiempo se observó el signo del hongo, como masas de algodón de color blanquecino con presencia de un esporangio, en la parte terminal del esporangióforo.

Visto en el estereoscopio, se observa esporangios, esporangióforos simples o ramificados, en la parte basal de los esporangióforos se nota la presencia de rhizoides.

El genero Rhizopus, ya que corresponde al Clase Zygomicetes no lo identificamos con clave ya que solo tenemos clave taxonómica para la Clase Deuteromycetes.


Figura 07. Fotografía de Rhizopus sp. Donde se muestra la presencia de rhizoides, esporangióforo y esporangios.


Figura 08. Fotografía de Rhizopus sp. donde observamos al esporangióforo con su esporangio, y el esporangio con esporangiosporas. Tomada con microscopio compuesto.

4.2.4. Género Trichothecium

Al igual que en Rhizopus, se obtuvo un fruto de granadilla donde no encontramos síntomas externos de alguna enfermedad, luego fue lavado, con agua corriente y colocado en cámara húmeda, donde se dejó por el lapso de una semana. Al cabo de este tiempo se observó el signo del hongo, que consistía en una felpa de color blanco, que se fue expandiendo en el peciolo del fruto.

Luego se tomó una muestra de este hongo, y se colocó en un frasquito pequeño, con PDA, después de 24 horas notamos el crecimiento de este hongo, después de 4 días se observó un micelio como felpa de color un poco rosado. Visto en el microscopio, se observa conidióforos con conidias de dos células, en forma de una pera.

4.2.4.1. Clave Para la identificación del Género Trichothecium Según Barnet (1960).

A2. Micelio no cenocítico con frecuentes setas; normalmente presenta conidias, excepto en algunos géneros ………………………………………………………………………..HONGOS IMPERFECTOS

B1. Conidia y conidióforo no producidos dentro de picnidio o Acérvulo………………………………………………………………………………MONILIALES

C2. Conidia no enrollada.

D1. Ambos conidios y conidióforos presentes, hialinos o brillantemente coloreados, conidióforos no unidos dentro de esporodoquio o cinema……………………………………………………………………………..MONILIACEAE

E2. Conidia con más de dos células ovoide, cilíndrica o irregular.

F3. Distintos conidióforos, simples, o espiralados ramificados.
G2. No acuático.

H2. Conidióforo usualmente simple, comúnmente saprofito.

I3. Conidióforo delgado, llevando esporas en la porción o en diferentes niveles sobre el conidióforo.

J1. Conidia pegada solamente sobre la cima…………………….……Trichothecium





Figura 9. Fotografía del género Trichothecium sp. Donde notamos, conidióforos y conidias con dos células.


4.2.5. Género Verticillium

Se recogió del suelo, raíces de granadilla, sin ningún síntoma externo de alguna enfermedad, luego fue lavado, con agua corriente y colocado en cámara húmeda, donde se dejó por el lapso de una semana. Al cabo de este tiempo se observó el micelio de color blanco en algunas zonas de la raíz.

Se tomó una pequeña muestra y se lo sembró en un frasquito pequeño con PDA, a los 4 días siguientes notamos el crecimiento del micelio de este hongo de color blanco, visto al microscopio se observan hifas con ramificaciones, en cada ramificación hay un promedio de dos ramificaciones más, terminando en punta cada hifa ramificada, sus conidias son de forma rectangular - redondeadas.


4.2.5.1. Clave Para la identificación del Género Verticillium Según Barnet (1960).

A2. Micelio no cenocítico con frecuentes setas; normalmente presenta conidias, excepto en algunos géneros ……………………………………………………………………..…HONGOS IMPERFECTOS

B1. Conidia y conidióforo no producidos dentro de picnidio o Acérvulo………………………………………………………………………..……MONILIALES

C2. Conidia no enrollada.

D1. Presenta conidias y conidióforos hilinos o brillantemente coloreados, conidióforos no unidos dentro de esporodoquio o sinema……………………………………………………………………………..MONILIACEAE

E1. Conidia con célula globosa corta.

F2 Conidióforos presentes aunque a veces cortos.

G2. Conidióforos cuyas ramificaciones son distintas a las de los conidios.

H2. Conidióforos comúnmente ramificados, a veces simple, presenta fiálides en grupos o racimo.
I2. Conidio no catenulado.

J2. Clamidosporas grandes ausentes.

K1. Conidia producida apicalmente, sobre fiálides o en ramificaciones del conidióforo.

L1. Conidióforos de ramificaciones verticiladas.

M3. Conidióforos ramificados, fértiles, delgadas conidias separadas o en mucilago……………………………………………………………………………….Verticillium

Figura 10. Fotografía del género Verticillium sp.




Figura 11. Fotografía del género Verticillium sp.


CAPITULO IV

CONCLUSIONES Y RECOMENDACIONES

1. Las muestras de raíz extraídas desde plantas con síntomas de peor estado dan mayor resultado.

2. La alta patogenicidad del hongo en nuestras condiciones puede significar un serio problema dado a su carácter de atacar a un amplio rango de huéspedes.

3. El hongo puede estar en el suelo hasta que encuentra las condiciones apropiadas y se empieza a reproducir.

4. Mientras trabajemos con mayor cuidado y aseo vamos a obtener mejores resultados.

5. Cuando en un mismo frasquito de PDA, se encuentran dos tipos de hongos diferentes, este será desechado (eliminado), ya que los resultados que nos van a dar son de mala calidad.



CAPITULO VII

BIBLIOGRAFÍA

· Agrios, G. N. 2001. Fitopatología. 1 ed. Ed. Limusa. México. 838 p.

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· Rabanal, N. 1987. Influencia del tipo de Sustrato y el Color de la Cobertura de Plástico en el Prendimiento y Desarrollo de Passiflora ligularis Juss “Granadilla” a Nivel de Repique. Tesis para optar por el título profesional de Ingeniero Agrónomo. Universicdad Nacional de Cajamarca. Perú. Pág. 89.

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3 comentarios:

edilbertho dijo...

olaaa , hombre me gusto la investigacion y esta buenisimaaaa ,me gustaria poderos contactar , soy de peru tbm y estudio agronomia mi correo es kc_gatoabad@hotmail.com

Ing. Eduardo Esquivel Rios dijo...

Se dice CEPA no SEPA.

Alan dijo...

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